유전자가위 기술발전 동향:1세대에서 4세대로 (Developing Trends for Gene Editing)

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유전자가위 기술은 1962년 베르너 아르버(Werner Arber) 등이 대장균에서 DNA를 제한 및 변형하는 메틸화 효소와 제한효소를 발견하였고, 그 후, 1968년 매슈 메셀슨(Matthew Meselson) 등 이 제한된 자리가 비특이적이기는 하지만 최초로 제한효소 I형을 정제하였다. 1970년 해밀턴 스미스(Hamilton Smith)가 Haemophilus influenzae라는 미생물에서 특이한 DNA의 염기서열 위치를 인식하여 제한적인 자리(Restriction site)에서만 절단하는 핵산 가수분해 효소(Restriction endonuclease)인 II형 제한효소가 발견하여 제한된 자리에 정확하게 특이하게 DNA를 잘라 주어 지금의 유전자가위에 효시가 되고 있다.

대니얼 네이선스(Daniel Nathans) 등이 II형 제한효소로 원숭이 바이러스(Simian Virus40, SV40)를 절단하여 실제 분석하였다. 1972년 폴 버그(Paul Berg)가 제한효소로 DNA를 잘라낸 후, 외래 유전자를 삽입하는 유전자 재조합(Genetic Recombination)기술을 최초로 개발하였다. 제한효소의 발견과 실제 실용화한 공적으로 1978년 노벨 생리학·의학상을 베르너 아르버는 최초 제한효소 기능발견, 해밀턴 스미스는 실제 제한효소 II 분리 성공, 대니얼 네이선스는 제한효소를 실제 사용한 공적으로 3명의 과학자가 공동 수상하였다. 제한효소를 이용하여 실제 유전자조작을 할 수 있는 유전자재조합 기술을 완성한 폴 버그는 2년 후인 1980년에 노벨 화학상을 받았다. 제한효소 기술과 유전자 재조합기술은 오늘날의 유전체학과 생명공학 기술의 근간이 되어서 생물학 분야를 혁신적으로 발전하는데 방아쇠 역할을 하였다. 이후, 위치 제한적인 특이한 제한효소는 현재까지 3,000여 종, 230가지 이상이 대부분 세균에서 발견되었고, 바이러스, 고세균, 진핵생물에서 계속적으로 제한효소가 발견되어서 유전자를 잘라 주거나 재조합 유전자를 원하는 대로 만들 수 있을 정도로 발전하였다.

실제, 현재의 유전체학(Genomics)도 제한효소의 도움 없이는 불가능하였을 것이다. 제한효소는 위치 특이성이 있어서 알고 있는 유전자는 효율적으로 자르지만, 정확성이 없어 원하는 정확한 위치를 맞추어주는 마치 칼로 종이를 자를 땐 칼의 위치를 고정하는 “자”의 역할을 하는 가이드(Guide) 역할을 하는 것이 필요하였다. 아프리카 발톱개구리가 가지는 징거핑거(Zinc finger)라는 단백질은 유전자의 특정 부위에 결합하는 성질을 이용해 가이드로 정한 후 유전자 절단 효소로 가위질하는 기술이 제1세대 징거핑거 기술이고, 식물의 면역체계에 작용하는 탈렌(Talene)이란 단백질을 사용한 기술이 제2세대 탈렌 유전자가위 기술이다. 제1,2세대 유전자가위의 가이드는 단백질은 우리 몸속에 작용할 수 있는 유전자 수가 적고 정확하게 인식하지 않을 확률이 있고 유전자가위를 만드는 제작 비용이 2만 US$로 연구실 수준이었다. 

이런 단백질 가이드 유전자가위 기술을 개선하기 위해서 DNA와 RNA의 상보적 결합을 이용하여 가이드로 RNA를 이용하고, 잘라 주는 가위를 Cas9이란 제3세대 기술인 크리스퍼 유전자가위(CRISPR-Cas9)를 개발하여 프랑스 에마뉘엘 샤르팡티에(Emmanuelle Charpentier)과 미국 제니퍼 다우드나(Jennifer A. Doudna)가 2020년 노벨 화학상의 공동 수상하였다.

하지만, 제3세대 유전자가위는 1, 2세대 기술에 비해 저렴하여 30US$로 만들 수 있고, 조금만 숙련된 기술자도 1~2일 사이에 만들 수 있어서 충분히 상용화할 수 있는 장점은 있지만도 누구든지 할 수 있다는 점에서 나쁘게 이용될 수 있다는 어려운 점이 있다. 더구나, 크리스퍼 유전자가위(CRISPR-Cas9)는 DNA 이중가닥을 모두 잘라버리는 단점이 있어서 실제 유전자 치료가 어려워서 이제 제4세대 유전자가위 기술로 프라임 에디팅(Prime editing) 기술이 개발되어서 인간 유전자 질병 치료에 활용도가 높아지고 있다. 짧은 시간에 획기적으로 진화하고 있는 유전자가위 기술은 이제, 인간의 유전자 치료뿐만 아니라 유전자 편집이 가능하여 윤리적 문제는 앞으로 해결되어야 하지만, 선천적 유전자 결함으로 인한 환자들의 치료에는 매우 중요한 기술이다.

 

유전자가위 기술은 지금까지 크게 3단계인 제1세대부터 제4세대 유전자가위 기술로 발전하여 좀 더 정확하게 유전정보를 잘라 주거나 다른 유전정보로 교체할 수 있게 되었다. 유전자가위를 이용하여 특정한 DNA 구간(유전정보)을 잘라내어서 삭제하여 해당 유전정보가 아예 발현하지 않게 하거나, 다른 유전정보를 가진 DNA를 교환할 수 있게 되어서 마치, 글을 쓴 후, 필요에 따라서 제거하거나 교체하는 편집과정과 같아서 유전자 편집기술로 명명한다. 우리가 정확한 위치를 자르기 위해서 원하는 위치에 자(Guide)를 대고 칼로 자르면 자를 댄 듯이 반듯하고 정확하게 자를 수 있다. 유전자가위를 실제 사용 시, 오작동 빈도가 높고, 특허분쟁으로 사업 및 수익이 불확실하고, 인간배아 대상 실험에 대한 규제가 높은 발전 장벽이 있다. 이런 장애물은 오작동을 줄이기 위해 기술개발과 위험성 평가 관리시스템을 개발하고 있으면 특허 이슈는 장기전으로 돌입하여 새로운 특허 이슈로부터 자유로운 분야 선점이 필요하고, 인간배아 대상 연구는 줄기세포 이용에 대한 사회적 합의를 바탕으로 생명윤리에 적용되지 않는 방법이나 제한적 허용이 가능한 법적 허용이 필요하다. 

유전자가위에는 정확한 위치를 자르기 위해서 가져다 대는 자(가이드(Guide))와 자르는 가위(또는 칼)가 있고, 자와 가위의 종류가 더 정확하게 바뀌면서 유전자 편집기술이 발전하였다. 유전자가위는 표적 유전자를 잘라서 완전히 제거하여 해당 유전자가 가지는 생체기능을 없애는 데 사용하였고, 또는, 제거된 유전자를 대신하여 새로운 유전자를 첨가하여 새로운 기능을 만드는 데 사용하였다. 일주 잘못된 유전자 일부를 잘라내고 잘못된 부분을 수정하는 방법을 사용한다. 이렇게, 유전자가위는 유전자를 제거, 교환, 일부 수정하는 것이 글을 쓸 때 편집하는 것과 비슷하여 유전자 편집이라는 용어로 표현하기도 한다.

  징거핑거는 미국 존스 홉킨스(John Hopkins)대학교의 찬드라세가란(Chandrasegaran)교수가 아프리카 발톱개구리가 가진 단백질을 변형하여 아연이 포함된 손가락 모양의 단백질이 특정 위치에 DNA에 붙는 것을 변형하여 고안하였다. 징거핑거(Zinc Finger) 3~4개를 유전자를 잘라 주는 뉴클레이즈(Nuclease)에 붙여서 만든 징거핑거 뉴클레이즈(ZFN, Zinc Finger Nuclease)로 만들었다. 우리나라도 서울대학교 화학과 김진수 교수가 징거핑거를 합성하여 Nature medicine(2011.11)에 발표하여 유전자의 특정 부위를 자를 수 있음을 발표하였다. 

여기서 징거핑거는 특정 DNA에 붙는 자에 해당하여 <그림 1>(a)과 같이 아연(Zinc)을 둘러싼 2개의 아미노산 Histidine이 붙어 있는 녹색의 알파 헬릭스(α-helix)와 2개의 아미노산 Cystein이 붙어 있는 붉은 색의 베타 시트(β-sheet)로 구성되어 있다. 이런 징거핑거가 3~4개가 연속으로 붙어 있는 끝부분에 Fok1라는 뉴클에이즈가 붙어서 유전자에 <그림 1>(b) 와 같이 붙어서 가위로 작용한다. 보통 3개의 징거핑거의 경우 9개의 유전자 서열을 인식하는 “자” 역할을 하고, 뉴클레이즈(FKI)가 가위 역할로 잘라낸다. 제1 세대 징거핑거는 DNA 인식 특이도가 낮아서 안정성이 낮고 Fok1 절단 효소를 사용하여 절단 효율성이 0∽24% 정도 낮게 제작하는데 수개월이 소요되어서 어려워서 제작 비용도 5,000US$로 비싼 편이다. 임상시험은 에이즈 바이러스 HIV와 혈우병 등에 사용한 결과가 있다. 

 

 TALEN (Transcription Activator-Like Effector Nucleases)는 식물 병원세균인 Xanthomonas campestris(무(우) 검은 썩음병) 으로 발견하였는데, 식물이 바이러스에 대항하기 위한 식물 면역시스템에서 착안하여 개발한 유전자가위이다. 

탈렌(TALEN)의 구조는 <그림 2>와 같이 “자”의 역할을 하는 DNA에 붙는 TALE는 서열 중간에 RVD(Repeat Variable Diresidue)이라는 붉은색의 HD라는 2개의 아미노산(Histidine, Aspartic acid)을 가지고 있는데, 그림 2의 오른쪽에 표시된 바와 같이 HD는 DNA의 시토신( Cytosine), NG(Asparagine, Glysine) 는 티민(Thymine), NI(Asparagine, Isoleucine)는 아데닌(Adenosine), NN (Asparagine, Asparagine)은 구아닌(Guanine)을 인지하는 RVD가 있다. 결국, TALE의 RVD을 변화를 줌으로써 원하는 데로 TALE가 인식하는 DNA 서열을 변화시킬 수 있다. 징거핑거와 TALEN의 차이는 징거핑크 도메인(Domain)은 3개의 DNA를 인식하는데, 비해 TELE의 경우는 도메인 당 1개의 DNA를 인식한다. 제2세대 탈렌은 DNA 절단 효소는 징거핑거와 같이 Fok1을 사용하지만 DNA 인식 특이도가 높아 안정성이 크고 절단 효율도 0∽99%로 매우 높을 뿐만 아니라 제작도 몇 주면 가능하여 징거핑거에 비해 저렴하다. 프랑스에서 항암 면역 세포치료제(CAR-T)개발하여 백혈병 치료제를 개발하는데, 탈렌을 사용하였다. 하지만 징거핑거의 겨우 TALEN과 비교해서 절단 효율과 가격이 비싸지만, 제3세대 유전자가위인 CRISPR/Cas9보다 상대적으로 크기가 작아서 사용하기가 편해서 현재도 많이 사용하고 있다. 

 CRISPR(Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats)는 세균이 가지고 있는 면역시스템으로 세균에 감염하는 바이러스인 박테리오파지(Bacteriophage)의 DNA 일부를 세균이 저장하고 있다가 다시 같은 바이러스가 침입하면 바로 적으로 인식하고 바이러스를 공격하는 면역시스템이다. 크리스퍼(CRISPR)의 시작은 단백질 생산은 하지 못하고 단지 유전정보(DNA, RNA)만 가진 바이러스(Virus)가 살아서 자손을 퍼뜨리기 위해서 미생물에 침입하여 미생물 내 단백질 공장에서 단백질을 생산하여 자신의 몸체를 만든대서 시작되었다. 사실 1987년에 크리스퍼가 유전정보가 처음 발견되었고, 2005~2006년에 바이러스의 일부 유전서열들이 박테리아에서 확인되었다. 미생물도 바이러스의 침입으로부터 살아나기 위해 침입한 바이러스의 특정 유전자들을 모아둔 저장고가 크리스퍼이다. 미생물이 침입한 바이러스에 특정 유전자를 기억하고 있다가 다시 같은 바이러스의 공격을 받으면 기억하고 있는 유전자를 길라잡이로 바이러스 유전자에 붙으면, 미생물이 자신이 가지고 있는 유전자를 잘라 주는 뉴클레이즈(Nuclease)란 미생물 효소인 Cas9가 바이러스 유전자를 잘라서 바이러스를 죽인다. 사실, 아주 오랜 기간에 수없이 많은 바이러스의 공격을 받아온 현존하는 미생물은 바이러스의 특정 유전자가 저장되어 있어서 살아남았고, 그렇지 못한 미생물은 도태되어서 현존 미생물들은 바이러스들에 대한 면역시스템이 있다. 

결국 미생물이 가지고 있는 CRISPR-Cas9은 미생물이 살아온 수없이 많은 세대 동안 바이러스 침입으로부터 살아남을 수 있는 면역시스템임을 2007년에 확인하였다. 2012년에 CRISPR-Cas9은 RNA-guided DNA 뉴클레이즈임을 밝혀서 목표 유전자의 특정 위치에 붙을 수 있게 찾아가는 길라잡이(내비게이터(Navigator))) 역할을 하는 RNA가 이중 나선 목표 DNA에 붙으면, Cas9이란 DNA 절단 효소가 가위처럼 잘라 준다. 인간 세포나 동식물 등 다른 진핵생물 Cas9-RNA 중재 site-specific 유전자 편집을 2013년 1월에야 하기 시작(Science (2014) V346, Issue 6213) 하였다. 아울러, 유전자 편집은 1979년 효모에서 유전자 교환을 시작으로 2003년에 징거핑거로 유전자가위 사용이 확장되었다가 2009년에서 2010년까지 TALENs로 유전자 편집을 하였다. 이후, 개발된 CRISPR-Cas9 기술과 결합하여 전술한 인간, 동식물의 유전자 편집이 가능하게 된다. 

 간단히 설명하면 <그림 3> (a) 에 보는 바와 같이 절단하는 위를 지정하는 “길라잡이(내비게이터)”역할을 하는 가이드 RNA(Guide RNA(노란색))가 DNA 이중 나선(파란색) 중 유전자 교정을 하는 표적 유전자에 붙으면, Cas9 효소(Cas9 nuclease)(연두색)가 잘라내고, 잘린 DNA는 정상 유전자로 대체되는데, DNA의 이중가닥을 모두 잘라내기 때문에 완전히 제거하는데, 큰 문제가 없지만, 정상 유전자로 복구(Repair)에는 어려움이 있었다. 이런 이유로 필요 없는 유전자를 제거하는 농수산물의 유전자 편집에 많이 사용하고 있다.

 제3세대 유전자가위 CRISPR Cas9를 좀 더 구체적으로 설명하면, <그림 3> (b) 과 같다. 바이러스의 DNA(녹색, 파랑, 노랑, 분홍 등)가 박테리아 내부에 있는 검은색의 특정 반복서열(Paindromic Repeat) 사이에 저장되어 있다. 검은색 특정 반복 DNA 서열이 RNA로 전사(Transcription)하여 pre-crRNA가 되고 여기에 짙은 회색 갈고리 모양의 tracrRNA(Trans-activating CRISPR RNA)가 붙으면 RNA를 분해하는 효소인 RNase III가 각각의 tracrRNA를 선으로 하여 잘라 주어서 mature crDNA(녹색, 파랑, 노랑, 분홍 등)가 만들어진다, Cas9에 crRNA(녹색)가 붙은 중합체가 침입한 바이러스 DNA의 녹색 위치에 붙으면 Cas9이 작용하여 기억하고 있는 바이러스의 DNA를 잘라서 바이러스를 제거한다. 이런 바이러스에 대한 세균의 면역체계를 이용하듯이 Cas9과 특정 crRNA를 만들어 붙이면 원하는 위치의 DNA를 자르거나, 잘라서 없앤 부분의 DNA 위치에 다른 DNA를 채워서 다른 기능의 단백질을 만드는 세균을 만들 수 있다.

이런 원리로 유전자가위로 잘라내서 유전자 편집을 할 수 있다. 좀 더 자세히 설명하면 <그림 3> (c) 와 같이 빨간 선모양의 tracrRNA가 목표로 하는 c rRNA(표적 DNA의 상보적 RNA)와 결합하고 tracer RNA에 Cas9이 결합(하늘색 부분)하게 되어서 결론적으로 Cas9이 상보적으로 RNA와 결합 된 DNA를 잘라버리는 방법으로 작동한다. 즉, crRNA가 타켓 DNA와 결합하고, 다시 crRNA에 tracer RNA와 결합하게 되면, trace RNA를 경계선으로 하여 Cas9이 crRNA가 인식하는 부분의 DNA를 잘라버리는 방법으로 CRISPR Cas9이 작동하여 유전자가위로 역할을 한다. 이런 작용 원리를 모방하여 <그림 3>(c)의 오른쪽 부분처럼 인위적으로 crRNA와 tracer RNA를 link loop이라는 서열로 이어진 SgRNA를 만들면 사용이 더욱 쉬워 sgRNA와 Cas9을 사용할 시 sgRNA의 5‘dp 있는 뉴클레오타이드(염기) 20개(20nt) 길이의 서열과 상보적으로 결합 된 부위를 Cas9으로 절단할 수 있어서 유전자가위 역할을 할 수 있다. 여기서 Cas9은 아무 곳이나 DNA를 잘라 주는 것이 아니라 PAM(NGG) 서열이 있는 앞쪽 3번째 5’ 위치의 염기를 잘라 준다. PAM은 세균에게서는 없고 바이러스에만 있어서 바이러스 DNA만 선택적으로 절단하게 된다.

이런 방법으로 정확한 위치에 절단하는 역할을 하는 유전자가위 역할은 정확하게 한다. 하지만, 유전자 편집은 정확한 위치에 잘라 주는 것도 매우 중요하지만, 원하는 유전자를 절단한 위치에 정확하게 맞추어 넣는 것도 대단히 중요하다. 제3세대 유전자가위인 CRISPR Cas9은 유전자 서열을 정확히 인식하여 높은 편이지만 편차가 있는 단점도 있어서 원하는 유전자를 바꾸어 넣는 유전자 편집에는 어려움이 있다. 이런 이유는 그림 3에 보는 바와 같이 DNA의 이중가닥을 모두 절단하여서 표적 단백질의 기능이 상실될 뿐만 아니라 원하는 염기를 치환, 삽입하여 유전정보를 교체하는 데 한계가 있기 때문이다. 제3세대 CRISPR Cas9 유전자가위는 제작이 아주 쉬워 불과 1~2일이면 충분히 제작할 수 있고 제작가격도 30US$이기 때문에 상용성이 크다. 하지만, 실제 제3세대 유전자가위를 이용한 유전자를 편집하여 교정하는 성공률은 10% 이내이어서 유전자 교정 치료에 사용하기에는 어려움이 크다. 이를 개선한 제4세대 유전자가위 기술은 DNA 이중가닥의 절단이 없이 단일염기 편집(Base editing)이 개발되었고, 표적 단백질 절단 없이 원하는 염기쌍 한 개를 다른 염기로 치환하여 효율성이 높다. 개발된 제4세대 유전자가위 기술은 제3세대의 CRISPR-Cas9을 사용하지만, 일부 기능을 바꾸었기 때문에 제3세대를 CRISPR 1.0이라 하고 제4세대의 프라임 에디팅을 CRISPR 2.0으로 명명한 기술이다.

 

제3세대 유전자가위 기술인 CRISPR Cas9은 DNA의 이중가닥 절단(DSB) 복구경로를 활성화하여 유전자를 편집하는 기술인데 유전자 치료에 사용할 시는 정확한 돌연변이 복구가 충분하지 않아서 사용에 제한적 요소가 크다. 이런 문제를 해결하기 위해서 하버드 의대 교수 데이비드 리우(David Liu)교수는 초기에는 CRISPR Cas9을 개선하여 베이스 에디팅(BE, Base editing)기술을 만들었고, 최근은 프라임 에디팅(PE,Prime editing)을 개발하였다. 선천 망막 질환 환자에게 적용했을 때 베이스 에디팅은 60%의 환자에게 효능이 있었고, 베이스 에디팅으로 고칠 수 없었던 나머지 30~40%의 환자도 프라임 에디팅을 사용하면 유전자 치료가 가능한 것으로 나타나서 제4세대 유전자 편집기술을 프라임 에디팅 기술로 한 것 같다. 3세대 유전자가위 기술인 CRISPR Cas9과 베이스 에디팅 및 프라임 에디팅 기술의 원리는 <그림 4> 와 같이 설명한다. 복잡한 작용기전 보다 간단히 설명하면 핵산을 분해하는 Cas9 효소는 DNA의 이중가닥을 모두 분해하기 때문에 유전자의 기능을 복구에 어려움이 많은데, 우선 Cas9의 아미노산 중 10번째 아스파틱산(Aspartic acid, 10D)을 돌연 변이하여 DNA 이중가닥을 절단하지 않고 <그림 4> (b) 에 보는 바와 같이 단일 가닥만 자르게 하였다. 여기에 그림에 보는 바와 같이 탈아미노 효소(Deaminase) 부착한 인공 융합 Cas9(nCas9)을 만들어 사용하고, 단일 가닥을 자르는 변이효소는 Cas9의 10번째 아미노산인 아스파틱산(D)을 알라닌(A)으로 치환한 Cas9 nickase(D 10A)를 사용하여 표적DNA 절단 없이, 아데노신(Adenine)을 ​구아닌(Guanine), 또는 시토신(Cytosine)을 티민(Thymine) 중 단 한 개의 염기만을 치환하여 목표 단백질을 변형하는 것을 기본편집(Base editing)이라고 한다. ​

하지만, 기본편집도 표적 DNA 절단 없이 단 하나의 염기쌍만 치환하는 안전한 시스템이지만, 탈아미노 효소 기반으로 작동하기 때문에 DNA 단편을 추가 또는 삭제할 수 없고, 아데노신(A)와 시토신(C) 2개만 치환할 수 있어서 한계점이 있다. 이런 한계점을 극복한 방법이 프라임 에디팅(Prime editing)으로 목표 DNA를 단일 가닥으로 자르고, 잘리지 않은 단일 가닥에 있는 RNA 주형(Template)에 있는 정보를 이용하여 목표 표적 유전서열에 삽입한 기술이다. 작동원리는 기본편집에 사용한 DNA 단일 가닥만 절단하는 Cas9 nickase(D 10A)와 다르게 뉴클리에이즈를 인지하는 두 군데 (10번째 아스파틱산과 840번째 히스티딘) 중 840번째 히스티딘(H)을 알라닌(A)으로 돌연변이 한 Cas9 nickase (H840A)으로 단일 가닥 DNA를 자르고 흠집을 내면 여기에 부착한 역전사효소(Reverse transcriptase, RNA를 DNA로 역 전환하는 효소)가 <그림 4>(c)와 같이 prg(Prime editing guide)RNA는 표적 위치를 인식하여 단일 가닥 절단하고 붙어 있는 역전사 효소가 잘리지 않은 단일 가닥의 RNA를 주형으로 DNA를 합성한 후 표적 유전자 서열에 삽입시켜서 프라임 에디팅을 완성하여 기본편집 문제점을 해결하여 원하는 유전정보를 정확하게 삽입할 수 있었다.

하지만, 프라임 편집도 여전히 문제점을 가지고 있는데, 연구를 위한 설계와 교정법이 다소 복잡하고 최대 90개 이내의 염기만 삽입할 수 있고 CRISPR-Cas9에 탈아미노 효소와 역전사 효소가 인공으로 추가된 합성효소이다. 중요한 에디팅은 다소 복잡하여서 모든 가능한 주어진 목표 염기서열에 프라임 에디팅 효율성을 높여주는 preg RNA 디자인, primer Binding Site(PBS) 등을 <그림 5>와 같은 Deep learning-based model인 DeepPrime(deepcrispr.info/DeepPrime/)으로도 사용할 수 있다. 하지만, 근본적인 문제점은 유전자가위가 고분자의 효소 단백질이 포함되어 있어서 세포 내로 전달에는 문제점이 있다. 따라서, 더 큰 염기 정보를 삽입하는 방법과 아예 전체 유전자를 대체하는 방법 등에 다양한 연구가 진행되고 있어서 가까운 장래에 훨씬 기능성이 좋은 유전자가위와 유전자 편집기술을 기대하고 있다. CRISPR-Cas9을 사용한 유전자 편집의 효율은 가이드(내비게이터)의 정확성으로 잘라 주는 위치는 정확하지만, Cas9이 DNA 이중 가락을 모두 잘라서 복구에는 문제점이 있어서 유전질환의 유전자 편집 성공률이 10% 정도로 낮았는데, 프라임 편집을 사용하면, 최대 89% 교정할 수 있다는 좋은 결과(Nature (2019), Genome Biol.(2021))를 얻었다고 발표하였다. 

실제 우리나라에서도 선천 망막 질환 환자는 CRISPR-Cas9으로는 치료 효과가 거의 없었는데, 기본편집(Base editing)은 60%의 효과가 있었고, 프라임 편집(Prime editing)을 사용하면 기본편집 기술로는 치료가 어려운 나머지 30~40% 환자도 효과가 있다는 임상 결과를 발표(YTN 사이언스(김정훈(서울대 의대)) 하였다. 하지만, CRISPR-Cas9만 하더라고 전체 단백질 크기가 커서 문제인데, 기본편집에서는 CRISPR-Cas9에 탈아미노 효소(Cas9 nickase), 프라 임편집은 기본편집에 역전사 효소까지 포함되어서 효율적인 전달에 문제가 있어 더 좋은 기술이 계속 개발하여야 할 것이다. 

                      

  세계 10대 혁신 기술로 2016년 유전자 편집 식품이 채택되었고, 2020년 노벨 화학상을 프랑스의 에마뉘엘 샤르팡티에(Emmanuelle Charpentier)과 미국 제니퍼 다우드나(Jennifer A. Doudna)가 제3세대 유전자 편집기술인 CRISPR-Cas9 원천기술 확립으로 각각 50%의 수상지분(Prize share)으로 받았다. 노벨상 수상한지 불과 인간 유전 질병에 사용할 수 있는 기본편집(Base editing)과 프라임 편집(Prime editing) 기술이 개발되었고, 이미, 인체 유전자 교정으로 유전질환 치료에 성공하고 있다. 프라임 편집기술은 유전자 교정(Gene editors)의 새로운 물결(Nature News(2023.12))로 표현하고, 인간 유전질환 교정 임상시험 진행이 가속화하고 있다. 이미, 겸상적혈구병이라는 유전적 질병을 치료하는 CRISPR-Cas9 적용 치료제인 “Casgevy”가 영국(2023.11)과 미국(2023.12)에서 세계 최초로 승인 및 허가를 받았다. 이외에 많은 유전성 질환, 종양 난치질환, 대사성 난치질환, 전염 등에 치료제로 임상시험(Frost & Sullivan(2023.1)을 하고 있다. 기술한 내용 이외에 DNA 염기서열 자체를 변화시키지 않고 화학적 변형으로 유전자 발현을 조절하는 후성 유전체 편집(Epigenome editing)기술도 개발되고 있어서 더 정밀하고 안전한 효율적인 유전자 편집기술이 개발(BioINwatch(2024.1.4.))되고 있어서 앞으로 현재 치료가 어려운 여러 가지 난치질병을 극복할 가능성이 커지고 있다.